Advanced cellular models are crucial for future drug development and disease research. To support their use, non-invasive, label-free assay platforms are needed for repeated and time-resolved monitoring. This thesis presents several innovative approaches that extend the capabilities of imaging microphysiometry and impedance spectroscopy for analyzing complex in-vitro systems.
The central focus was the development of a microphysiometric assay platform to assess the metabolic phenotype of tumor spheroids. A novel platform was created that enables ratiometric optical imaging of both oxygen consumption and extracellular acidification in the same spheroid, using permeable substrates. These substrates allow easy transfer between sensor surfaces, facilitating sequential measurements. The introduction of aerobic, anaerobic, and metabolic profiles provides a more comprehensive interpretation of spheroid metabolism. The platform successfully detected drug-induced metabolic changes, such as responses to antimycin A and malonoben. Future developments will aim for higher throughput to better serve drug screening applications.
Beyond tumor spheroids, imaging microphysiometry was also used to study oxygen distribution in stem cell-derived brain organoids, brain organoids co-cultured with metastatic cancer cells, and precision-cut lung slices. Although still an emerging field, metabolic profiling of such complex tissue models shows great promise.
Another major contribution was the combination of imaging microphysiometry with impedance spectroscopy, leading to the development of the TER-Ox assay. This platform allows simultaneous analysis of epithelial barrier function (via TER and TEC) and cellular respiration (via oxygen measurements). A custom-designed measurement chamber was validated with multiple cell lines, yielding results comparable to commercial systems like cellZscope® and VisiSens TD. The TER-Ox system was used to study drug effects on both respiration and barrier function, observe cell phenotypes during epithelial-to-mesenchymal transition (EMT), and monitor co-cultures of tumor spheroids with barrier-forming cells. This setup is particularly useful for exploring drug delivery across biological barriers such as the blood-brain barrier.
A final project introduced the CIS-TER assay, integrating two impedance techniques to monitor indirect co-cultures of two cell layers. One layer was placed on a permeable substrate (analyzed via TER/TEC), while the second was directly measured using thin-film electrodes below. The CIS-TER platform can monitor up to 24 cultures simultaneously and is compatible with the cellZscope M system. A proof-of-principle confirmed its effectiveness. Future research will focus on expanding this assay to more biologically relevant questions.
Conclusion:
The developed platforms show that combining imaging microphysiometry with impedance analysis enables non-invasive, label-free, and time-resolved monitoring of complex tissue models. These methods enhance the characterization of disease models and improve their use in drug development. The approaches introduced here lay the groundwork for more detailed and scalable applications in pharmaceutical research and biomedical science.

Die Arbeit beschäftigt sich mit der Entwicklung bioanalytischer Plattformen zur markierungsfreien, nicht-invasiven und zeitaufgelösten Charakterisierung fortgeschrittener in-vitro Zellkulturmodelle. Solche Modelle werden zunehmend wichtiger für die Arzneimittelentwicklung und die Erforschung von Krankheiten. Die entwickelten Technologien erweitern bestehende Methoden der bildgebenden Mikrophysiometrie (ratiometrisches Sauerstoff- und pH-Monitoring) sowie der zellulären Impedanzmessung, um komplexe Gewebemodelle präziser zu analysieren.
Ein zentraler Teil der Arbeit war die Entwicklung eines Plattform-Workflows zur Bestimmung des metabolischen Phänotyps von Zellmonolayern und Tumor-Sphäroiden. Hierzu wurden Sauerstoffverbrauch und extrazelluläre Ansäuerung ratiometrisch und ortsaufgelöst am selben Modell gemessen. Die Nutzung permeabler Substrate ermöglichte den Transfer von Zellmodellen zwischen Sensoren. Für eine verbesserte Interpretation wurden „aerobe“ und „anaerobe Profile“ eingeführt, welche die Stoffwechselaktivitäten intuitiv darstellen. Zudem konnte der Einfluss von Wirkstoffen auf den Zellstoffwechsel untersucht werden, z. B. durch die Modulation der oxidativen Phosphorylierung mit Antimycin A und Malonoben.
Neben Sphäroiden wurde der mikrophysiometrische Ansatz auch auf Organoide aus humanen Stammzellen sowie auf Präzisions-Gewebeschnitte (PCLS) angewandt, um die Sauerstoffverteilung in diesen 3D-Modellen zu analysieren. Ziel zukünftiger Arbeiten ist es, den Durchsatz der Plattform zu erhöhen und die Anwendung für die Charakterisierung klinischer Wirkstoffe weiter auszubauen.
Ein weiterer Schwerpunkt war die Kombination von bildgebender Mikrophysiometrie mit Impedanzspektroskopie (TER-Ox). Sie erlaubt die gleichzeitige Messung von epithelialer Barrierefunktion (TER, TEC) und zellulärer Atmungsaktivität (Ox). Drei Zelllinien wurden getestet, mit Ergebnissen, die mit etablierten Systemen (cellZscope®, VisiSens TD) vergleichbar sind. Die Plattform konnte substanzinduzierte Veränderungen in Atmung und Barrierefunktion aufzeigen sowie zelluläre Phänotypen in verschiedenen Stadien der epithelial-mesenchymalen Transition (EMT) identifizieren. Zudem wurde ein Co-Kulturmodell etabliert, bestehend aus Tumor-Sphäroiden und barrierebildenden Zellen, um den Wirkstofftransport über biologische Barrieren wie z. B. die Blut-Hirn-Schranke zu untersuchen.
In einem weiteren Projekt wurde der CIS-TER Assay entwickelt, der zwei Zellmonoschichten in indirekter Ko-Kultur simultan überwacht. Die obere Schicht wird auf einem permeablen Substrat mittels TER und TEC analysiert, während die untere direkt auf einem goldbasierten Elektrodenarray kultiviert und gemessen wird. Ein Proof-of-Principle belegt die Funktionalität. Der Assay erreicht bereits einen mittleren Durchsatz (bis zu 24 parallele Messungen) und ist vollständig in das cellZscope M System der Firma nanoAnalytics integrierbar. Zukünftig soll die Plattform auf weitere biologisch relevante Fragestellungen ausgeweitet werden.
Fazit:
Die vorgestellten Technologien zeigen, dass die Kombination von Mikrophysiometrie und Impedanzanalyse ein leistungsfähiges Werkzeug zur Charakterisierung komplexer Gewebe- und Krankheitsmodelle darstellt. Die Plattformen ermöglichen eine nicht-invasive, markierungsfreie und zeitaufgelöste Analyse, wodurch das Verständnis biologischer Prozesse vertieft und die Aussagekraft von in-vitro Modellen in der Arzneimittelentwicklung verbessert wird. Die Ergebnisse dieser Arbeit leisten somit einen wichtigen Beitrag zur Erhöhung der prädiktiven Qualität moderner Zellmodelle im präklinischen Umfeld